Одна из наиболее актуальных проблем современной протеомики — детекция низкокопийных белков в комплексных биологических образцах. Главная причина малоэффективной детекции низких концентраций белков заключается в недостаточной чувствительности масс-спектрометрического детектора и высоком динамическом диапазоне концентраций белков. В данной работе были исследованы возможности и ограничения метода таргетного масс-спектрометрического анализа на примере реконструированной системы стандартных белков UPS1 (Универсальный Протеомный Стандарт 1, Universal Proteomic Standard 1). Показано, что на чувствительность метода влияет концентрация целевых белков системы UPS1, а также высокий уровень биологического шума в виде белков цельного лизата E. coli. Ограничения метода удалось преодолеть с помощью концентрирования и предварительного фракционирования пептидов образца в хроматографической системе на обращённой фазе в щелочных условиях элюции. Протеомный анализ биологического образца — белков клеточной линии гепатоцеллюлярной карциномы человека HepG2, кодируемых генами 18 хромосомы человека, — показал повышение чувствительности метода по сравнению со стандартным таргетным масс-спектрометрическим анализом. Это позволило зарегистрировать 94 белка, кодируемых генами 18 хромосомы человека.
Загрузить PDF:
Ключевые слова: протеомика, масс-спектрометрия, HepG2, продукты генов 18 хромосомы человека
Дополнительные материалы:
Цитирование:
Арчаков А.И., Вавилов Н.Э., Згода В.Г. (2024) Детекция низкокопийных белков в протеомных исследованиях: проблемы и пути решения. Биомедицинская химия, 70(5), 342-348.
Арчаков А.И. и др. Детекция низкокопийных белков в протеомных исследованиях: проблемы и пути решения // Биомедицинская химия. - 2024. - Т. 70. -N 5. - С. 342-348.
Арчаков А.И. и др., "Детекция низкокопийных белков в протеомных исследованиях: проблемы и пути решения." Биомедицинская химия 70.5 (2024): 342-348.
Арчаков, А. И., Вавилов, Н. Э., Згода, В. Г. (2024). Детекция низкокопийных белков в протеомных исследованиях: проблемы и пути решения. Биомедицинская химия, 70(5), 342-348.
Hancock W., Omenn G., Legrain P., Paik Y.K. (2011) Proteomics, human proteome project, and chromosomes. J. Proteome Res., 10(1), 210. CrossRef Scholar google search
Kopylov A.T., Zgoda V.G., Lisitsa A.V., Archakov A.I. (2013) Combined use of irreversible binding and MRM technology for low- and ultralow copy-number protein detection and quantitation. Proteomics, 13(5), 727. CrossRef Scholar google search
Anderson N.L., Polanski M., Pieper R., Gatlin T., Tirumalai R.S., Conrads T.P., Veenstra T.D., Adkins J.N., Pounds J.G., Fagan R., Lobley A. (2004) The human plasma proteome: A nonredundant list developed by combination of four separate sources. Mol. Cell. Proteomics, 3(4), 311. CrossRef Scholar google search
Michalski A., Cox J., Mann M. (2011) More than 100,000 detectable peptide species elute in single shotgun proteomics runs but the majority is inaccessible to data-dependent LC-MS/MS. J. Proteome Res., 10(4), 1785. CrossRef Scholar google search
Vavilov N., Ilgisonis E., Lisitsa A., Ponomarenko E., Farafonova T., Tikhonova O., Zgoda V., Archakov A. (2022) Number of detected proteins as the function of the sensitivity of proteomic technology in human liver cells. Curr. Protein Pept. Sci., 23(4), 290. CrossRef Scholar google search
Deinichenko K., Krasnov G., Radko S., Ptitsyn K., Shapovalova V., Timoshenko O., Khmeleva S., Kurbatov L., Kiseleva Y., Ilgisonis E., Pyatnitskiy M., Poverennaya E., Kiseleva O., Vakhrushev I., Tsvetkova A., Buromski I., Markin S., Zgoda V., Archakov A., Lisitsa A., Ponomarenko E. (2021) Human CHR18: “Stakhanovite” genes, missing and uPE1 proteins in liver tissue and HepG2 cells. Biomedical Chemistry: Research and Methods, 4(1), e00144. CrossRef Scholar google search
Furey A., Moriarty M., Bane V., Kinsella B., Lehane M. (2013) Ion suppression: A critical review on causes, evaluation, prevention and applications. Talanta, 115, 104. CrossRef Scholar google search
Mei H., Hsieh Y., Nardo C., Xu X., Wang S., Ng K., Korfmacher W.A. (2003) Investigation of matrix effects in bioanalytical high-performance liquid chromatography/ tandem mass spectrometric assays: Application to drug discovery. Rapid Commun. Mass Spectrom., 17(1), 97. CrossRef Scholar google search
Muller L., Fornecker L., van Dorsselaer A., Cianférani S., Carapito C. (2016) Benchmarking sample preparation/ digestion protocols reveals tube-gel being a fast and repeatable method for quantitative proteomics. Proteomics, 16(23), 2953. CrossRef Scholar google search
Ramus C., Hovasse A., Marcellin M., Hesse A.M., Mouton-Barbosa E., Bouyssié D., Vaca S., Carapito C., Chaoui K., Bruley C., Garin J., Cianférani S., Ferro M., van Dorssaeler A., Burlet-Schiltz O., Schaeffer C., Couté Y., Gonzalez de Peredo A. (2016) Benchmarking quantitative label-free LC-MS data processing workflows using a complex spiked proteomic standard dataset. J. Proteomics, 132, 51. CrossRef Scholar google search
Matuszewski B.K., Constanzer M.L., Chavez-Eng C.M. (2003) Strategies for the assessment of matrix effect in quantitative bioanalytical methods based on HPLC-MS/MS. Anal. Chem., 75(13), 3019. CrossRef Scholar google search
Kodo K., Nishizawa T., Furutani M., Arai S., Yamamura E., Joo K., Takahashi T., Matsuoka R., Yamagishi H. (2009) GATA6 mutations cause human cardiac outflow tract defects by disrupting semaphorin-plexin signaling. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 106(33), 13933. CrossRef Scholar google search
Maekawa M., Ishizaki T., Boku S., Watanabe N., Fujita A., Iwamatsu A., Obinata T., Ohashi K., Mizuno K., Narumiya S. (1999) Signaling from Rho to the actin cytoskeleton through protein kinases ROCK and LIM-kinase. Science, 285(5429), 895. CrossRef Scholar google search
Déléris P., Trost M., Topisirovic I., Tanguay P.L., Borden K.L., Thibault P., Meloche S. (2011) Activation loop phosphorylation of ERK3/ERK4 by group I p21-activated kinases (PAKs) defines a novel PAK-ERK3/4-MAPKactivated protein kinase 5 signaling pathway. J. Biol. Chem., 286(8), 6470. CrossRef Scholar google search
Koch C.M., Chiu S.F., Akbarpour M., Bharat A., Ridge K.M., Bartom E.T., Winter D.R. (2018) A beginner's guide to analysis of RNA sequencing data. Am. J. Respir. Cell Mol. Biol., 59(2), 145. CrossRef Scholar google search
Reimegård J., Tarbier M., Danielsson M., Schuster J., Baskaran S., Panagiotou S., Dahl N., Friedlander M.R., Gallant C.J. (2021) A combined approach for single-cell mRNA and intracellular protein expression analysis. Commun. Biol., 4(1), 624. CrossRef Scholar google search
Shyu A.B., Greenberg M.E., Belasco J.G. (1989) The c-fos transcript is targeted for rapid decay by two distinct mRNA degradation pathways. Genes Dev., 3(1), 60. CrossRef Scholar google search
Treisman R. (1985) Transient accumulation of c-fos RNA following serum stimulation requires a conserved 5′ element and c-fos 3′ sequences. Cell, 42(3), 889. CrossRef Scholar google search
Mathieson T., Franken H., Kosinski J., Kurzawa N., Zinn N., Sweetman G., Poeckel D., Ratnu V.S., Schramm M., Becher I., Steidel M., Noh K.M, Bergamini G., Beck M., Bantscheff M., Savitski M.M. (2018) Systematic analysis of protein turnover in primary cells. Nat. Commun., 9(1), 689. CrossRef Scholar google search
Bevilacqua A., Ceriani M.C., Canti G., Asnaghi L., Gherzi R., Brewer G., Papucci L., Schiavone N., Capaccioli S., Nicolin A. (2003) Bcl-2 protein is required for the adenine/ uridine-rich element (ARE)-dependent degradation of its own messenger. J. Biol. Chem., 278(26), 23451. CrossRef Scholar google search
Yang E., van Nimwegen E., Zavolan M., Rajewsky N., Schroeder M., Magnasco M., Darnell J.E. Jr. (2003) Decay rates of human mRNAs: Correlation with functional characteristics and sequence attributes. Genome Res., 13(8), 1863. CrossRef Scholar google search
Ponomarenko E.A., Poverennaya E.V., Ilgisonis E.V., Pyatnitskiy M.A., Kopylov A.T., Zgoda V.G., Lisitsa A.V., Archakov A.I. (2016) The size of the human proteome: The width and depth. Int. J. Anal. Chem., 2016, 7436849. CrossRef Scholar google search
